Наукові доповіді Національного університету біоресурсів і природокористування України

Особливості мікроклонального розмноження рослин роду Prunus Serrulata L. для подальшого використання в моносадах

В. Поліщук, Ю. Струтинська
Завантажити статтю
Анотація

У статті проаналізовано результати досліджень представників роду Prunus L. та визначено, що для збереження основних декоративних особливостей їх необхідно розмножувати вегетативним методом. З’ясовано, що для прискореного розмноження цінних селекційних форм використовують мікроклональне розмноження, однак для представників роду Prunus L., цей метод є недостатньо досліджений. З’ясовано, що найефективнішою речовиною для стерилізації при введенні мікропагонів з апікальною меристемою в ізольовану культуру визначено 0,1 %-й водний розчин дихлориду ртуті за експозиції 1,5-2,0 хвилин – 83,7 % стерильних та 72,5 % - життєздатних експлантів. Визначено, що найвищий вихід життєздатних стерильних експлантів було отримано за введення їх в культуру in vitroу другій і третій декадах травня та першій декаді червня, здатність до прямого органогенезу яких становив 69,4 %, 76,3% та 58,7%,відповідно. Тому цей термін введення експлантів для роду PrunusL. є найкращим. При доборі експлантів та введенні їх у культуру in vitro в першій декаді квітня вихід життєздатних стерильних експлантів був найменшим і становив 4,7 %, в другій декаді квітня вихід був більшим на 8,6 % і становив 13,3 %. За введення рослинного матеріалу в культуру в другій та третій декадах червня кількість життєздатних стерильних експлантів зменшувалася на 21,6-41,9 % порівняно з введенням в першій декаді червня. Досліджено вплив концентрацій і комбінацій регуляторів росту на коефіцієнт розмноження окремих представників роду Prunus L. та з'ясовано, що кожен окремий вид потребує індивідуального підбору живильних середовищ. Найвищий коефіцієнт розмноження отримано на середовищі МС-55, який у Р. serrulata Royal Burgundy та Р. serrulata Amanogawa становив, відповідно – 6,82 та 6,10.Високий коефіцієнт розмноження 5,75 та 5,57 забезпечили середовища МС-27 та МС-50, за культивування експлантів видів Р. serrulata Kanzan та Р. serrulata Kiku Shidar

Ключові слова

вихідний матеріал, сакура, селекція, сорти, інтродукція, квітування, класифікація, морфологічні ознаки

ЦИТУВАТИ
Polishchuk, V., & Strutynska, Yu. (2023). Features of microclonal propagation of plants of the genus Prunus Serrulata L. for further use in monosaches. Scientific Reports of the National University of Life and Environmental Sciences of Ukraine, 19(4). https://doi.org/10.31548/dopovidi4(104).2023.011
Використані джерела

  1. Khan, I.Md., Ahmad, N., & Anis, M. (2011). The role of cytokinins on in vitro shoot production in Salix tetrasperma Roxb.: a tree of ecological importance. Tree - Structure and Function, 25(4), 577-584. https://doi.org/10.1007/s00468-010-0534-6.

  2. Read, E.P., & Bavougian, C.M. (2013). In vitro rejuvenation of woody species. Methods in Molecular Biology, 994, 383-395.

  3. Kalinina, A., & Brown, D.C. (2007). Micropropagation of ornamental Prunus spp. and GF305 peach, a Prunus viral indicator. Plant Cell Reports, 26(7), 927-935. https://doi.org/10.1007/s00299-007-0315-x.

  4. Podhaietskyi, A.A., Matskevych, V.V., & Podhaietskyi, A.A. (2018). Features of microclonal reproduction of plant species: monograph. Bila Tserkva: BNAU. 209 p.

  5. Kalinina, A., & Brown, D. (2007). Micropropagation of ornamental Prunus spp. and GF305 peach, a Prunus viral indicator. Plant Cell Reports, 26, 927-935.

  6. Krens, F.A., & Jamar, D. (1989). The role of explant source and culture conditions on callus induction and shoot regeneration in sugar beet (Beta vulgaris L.). Journal of Plant Physiology, 134(6), 651-655.

  7. George, E.F., Hall, M.A., & DeKlerk, G.-J. (2008). Plant propagation by tissue culture. Volume 1: The background (3rd ed.). Springer. 503 p.

  8. Kyte, L., & Kleyn, J.G. (1996). Plants from test tubes: an introduction to micropropagation. Portland: Timber Press. 240 p.

  9. Dagla, H.R. (2012). Plant tissue culture. Reson, 17, 759-767.

  10. Opalko, A.I., & Opalko, O.A. (2012). Use of biotechnology methods. In: Selection of fruit and vegetable crops: textbook. Part 1 (pp. 201-233). Uman: NDP «Sofiivka» NAS of Ukraine.

  11. Steward, F.C., & Mapes, M.O. (1971). Morphogenesis and plant propagation in aseptic cultures of asparagus. Botanical Gazette, 132(1), 70-79.

  12. Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue culture. Physiology of Plant, 15(13), 473-497.

  13. Sridhar, T.M., & Naidu, C.V. (2011). Effect of different carbon sources on in vitro shoot regeneration of Solanum nigrum (Linn.), an important antiulcer medicinal plant. Journal of Phytology, 3(2), 78-82.

  14. Pevalek-Kozlina, B., & Jelaska, S. (1987). Microclonal propagation of Prunus avium L. Acta Horticulturae, 212, 599-602. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.1987.212.98.

  15. Yi, J., Lee, G., Chung, J., Lee, Y., Gwag, J., & Lee, S. (2015). Efficient micropropagation of pear germplasm using soot tips and nodal explants. Korean Journal of Plant Resources, 28(6), 690-696. https://doi.org/10.7732/KJPR.2015.28.6.690.